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Este curso está separado en dos partes fundamentales: PCR convencional y PCR Real Time.

Vamos a explicar en profundidad los fundamentos de la reacción en cadena cadena de la polimerasa PCR.

Se van a ver los métodos de extracción de ácidos nucleicos tanto manual como automatizada.

Vamos a describir las diferentes enzimas utilizadas para amplificar ADN, sus fuentes de origen y la evolución de las nuevas generaciones de enzimas.

Vamos a aprender a como diseñar primers de manera manual y por medio de herramientas bioinformáticas.

Se van a hablar de los métodos de detección de una PCR convencional usados principalmente en los laboratorios de investigación, como son la electroforesis y la secuenciación.

Se verán los fundamentos y aplicaciones de la PCR cuantitativa o Q-PCR.

Veremos otras variantes como PCR digital o droplet PCR.

También el curso incluye un módulo sobre la detección del SARS-COV-2.

–> NUEVO!!! 
-Actualizaciones en SARS-COV-2
-Actualizaciones en Viruela de mono
-Kits y diagnóstico (peste porcina)

Se encuentra prohibida  la reproducción total y parcial y/o utilización sin previa autorización. Ley 11723.

MÓDULO 1

Lección 1: PCR convencional. Fundamentos de la de la reacción en cadena de la polimerasa. Función de las polimerasas de ADN, termoestabilidad de las polimerasas de ADN. Primers, estructura y función de los primers. Nucleótidos, tipos de nucleótidos. Estructura del ADN, enlaces de la doble hebra. Importancia y función del termociclador. Ciclado, importancia de la temperatura.

Lección 2: Técnica de la PCR. Como realizar la técnica de PCR en un laboratorio. Equipamiento necesario. Reactivos. Como se obtienen los reactivos. Como preparar y almacenar los reactivos. Como calcular las concentraciones de los reactivos para una PCR. Como preparar una Master MIX paso a paso. Termociclador, características generales. Como setear un termociclador. Condiciones de ciclado estándares.

Lección 3: ADN y ARN estructura química, característica, función. Diferencias. Genomas de ADN y ARN. Como usar el ADN y ARN como moldes.

Lección 4: Extracción de ácidos nucleicos. Fundamentos de la extracción. Etapas. Consideraciones generales. Reactivos necesarios para la extracción, función de cada uno. Preparación de las soluciones tamponadas. Extracción manual. Extracción con Kits. Extracción automatizada. Ventajas y desventajas. Protocolos para la extracción de diversas muestras, consideraciones en cada caso.

MÓDULO 2

Lección 1: Polimerasas generalidades. Clasificación de las polimerasas de acuerdo al molde que utilizan ADN o ARN. Dominio catalítico. Corrección de errores, actividad 3’ exonucleasa y mutaciones. Conceptos de fidelidad, procesividad y progresividad. ADN polimerasas eucariotas y procariotas.

Lección 2: Transcriptasas reversas. Flujo de la información genética. Genomas virales y descubrimiento de las retrotranscriptasas. Ejemplos de transcriptasas reversas. Complementariedad de bases. Síntesis de ADNc.

Lección 3: Historia y evolución de las polimerasas. Microorganismos termofílicos y sus polimerasas. Taq, Pfu, Vent, KOD, características generales. Polimerasas de nuevas generaciones. Polimerasas recombinantes. Evolución dirigida e ingeniería de proteínas.  Polimerasas comerciales, mejoras incluidas en cada nueva generación.

MÓDULO 3

Lección 1: Primers caracteristicas. Secuencia,  composición, longitud, inicio, terminación. Contenido de G/C y su importancia, como calcular el porcentaje de GC. Temperatura de melting y temperatura de hibridación, como calcular.

Lección 2: Diseño de primers. Formato de secuencias. Bases de datos de secuencias. Consideraciones para el diseño a mano, ejemplos. Primers específicos. Primers degenerados.

Lección 3: Herramientas bioinformáticas para el diseño de primers. Primer3, BLAST-primer, CODEHOP. Características y usos de cada una de las herramientas.

MÓDULO 4:

Lección 1: Métodos de detección de la PCR convencional. Espectrofotometría, cuantificacion de acidos nucleicos y determinación de pureza. Fundamentos de la electroforesis. Soporte para la electroforesis: geles, acetato de celulosa o liquida. Equipos para electroforesis. Importancia del potencial eléctrico, voltajes. Importancia del buffer de corrida. Ejemplos de electroforesis de acuerdo al soporte.

Lección 2: Electroforesis en geles de agarosa. Importancia de la concentración del gel. Poder resolutivo. Preparación de la muestra. Buffer de carga, composición. Buffer de corrida composición. Como setear la corrida el equipo. Amperaje, voltaje. Revelado, colorantes más utilizados GEL-RED, Bromuro de etidio. Como interpretar una corrida de producto de PCR.

Lección 3:Electroforesis en geles de poliacrilamida PAGE. Acrilamida bisacrilamida, características. Catalizadores, APS, TEMED. PAGE no desnaturalizante para ADNds. Diferencias entre geles para proteínas y para ADN. Importancia de la concentración. Valores T y C. Buffer de corrida. Buffer de carga.   Revelado por tinción con Nitrato de plata, bromuro de etidio, sensibilidad. Análisis. Ventajas y desventajas del uso de poliacrilamida.

Lección 4: Secuenciación y análisis bioinformático.  Técnica de secuenciación por SANGER generalidades. Preparación de la muestras para secuenciación, preparación de los primers. Consideraciones. Análisis de las secuencias, programas de edición y análisis, bioedit, blast. Como interpretar un cromatograma.